sábado, 7 de noviembre de 2015

PORTADORES NASAL DE Staphylococcus aureus RESISTENTE A METICILINA EN EL PERSONAL DE SALUD.


Lcda. Jennifer J. Camacho A.
                                                                                            Residente de segundo año.

La resistencia a los antimicrobianos es un problema de salud pública importante, que ha llegado a un punto crítico en muchos hospitales de todo el mundo. Las cepas de Staphylococcus aureus resistente a meticilina (SARM) son de los agentes patógenos más importantes como causa de infecciones asociadas a la atención en salud (IAAS)(1).

La colonización de la mucosa nasal humana por este microorganismo establece un estado de portador, los cuales tienen un papel significativo en la transmisión del mismo. Particularmente en los hospitales, la trasmisión de la bacteria del personal de salud al paciente y viceversa es determinante en la génesis de infecciones por cepas de S. aureus, ya que la colonización nasal de trabajadores de la salud normalmente precede a IAAS por esta bacteria(1,2).

Entre la población adulta sana, 20% de los individuos son portadores persistentes de S. aureus, 60% son portadores intermitentes y 20% no son portadores, según Figueroa y col. en un estudio que realizaron en manipuladores de alimentos. Los mecanismos que explican la existencia de estos patrones aún no se encuentran dilucidados del todo; sin embargo, se sugiere que podrían estar influenciados, tanto por factores del hospedero, como del microorganismo. Entre los factores del hospedero parece ser relevante el número y naturaleza de los receptores nasales necesarios para la adherencia de la bacteria, la respuesta inmune que se activa y la presencia de componentes solubles antiestafilococos en las secreciones nasales. Respecto al microorganismo, se propone la expresión de ciertos tipos de adhesinas, cápsula o la capacidad de formar biopelículas como factores que influyen en la colonización (3).

Según el manual de Bergey, S. aureus pertenece al orden Bacillales, familia Staphylococcaceae y género Staphylococcus, formado por cocos Gram positivos de 0,5 a 1,5μm de diámetro, que se presentan aislados, en pares, tétradas, en grupos irregulares o racimos. Son bacterias catalasa positivas, inmóviles, resistentes a bacitracina, oxidasa negativas y la mayoría de las especies que la forman son anaerobias facultativas, no esporuladas y cápsula variable.S. aureus se distingue por ser coagulasa positiva, DNasa positiva, Voges-Proskauer positiva, manitol salado positivo y resistente a polimixina B (4,5).

Este microorganismo posee una gran capacidad para sobrevivir en un medio adverso y puede producir diversos cuadros clínicos por la acción de sus determinantes de patogenicidad, entre los que se encuentran: cápsula mucoide-polisacárida, componentes antigénicos de las paredes, producción de enzimas (catalasa, coagulasa, hialuronidasa, estafiloquinasa, lipasas, β-lactamasa, entre otras) y la secreción de diversas toxinas como hemolisina, leucocidina, exfoliatina, exotoxina epidermolítica, enterotoxina estafilocócica y/o la toxina del shock tóxico (TSST-1) (6,7,8).

También ha demostrado un gran poder de adaptación a los agentes antimicrobianos, adquiriendo paso a paso resistencia a los antibióticos disponibles para el tratamiento de las infecciones que ocasiona. Aunque inicialmente era sensible a penicilina, la resistencia de S. aureus a este antimicrobiano fue detectada poco después de su aparición en la década de 1940. Se ha definido SARM, como aquellas cepas resistentes a la meticilina, oxacilina y nafcilina, estas cepas también pueden ser resistentes a otros agentes antimicrobianos, como la clindamicina, y los aminoglucósidos(9,10).

Las cepas de SARM se empezaron a observar un año después de la introducción de la meticilina como agente antimicrobiano para el tratamiento de infecciones causadas por dicho microorganismo. En las últimas cuatro décadas, los SARM han sido considerados como patógenos emergentes causantes de IAAS y comunitarias, y han constituido, conjuntamente con la resistencia a vancomicina (VA), uno de los retos terapéuticos y de control de infección más importantes de los últimos años (11).

En el 2004 se describieron, al menos, tres mecanismos de resistencia de SARM hacia agentes betalactámicos: la modificación de las proteínas fijadora de penicilina (PBP2a), la cual es conocida como resistencia intrínseca a meticilina; la inactivación por medio de enzimas betalactamasas o resistencia extrínseca; y el fenómeno de tolerancia. El soporte genético de estos mecanismos puede ser cromosómico, plasmídico o por transposones. La resistencia cromosómica aparece por mutación, mientras que los plásmidos y los transposones pueden ser autotransferibles entre bacterias (12,13).

El mecanismo más importante de resistencia a meticilina es la expresión alterada de la PBP2a. Esta proteína es codificada por el gen mecA, el cual está contenido en un ADN adquirido exógenamente, por transferencia horizontal. Dicho ADN contiene el gen mecA en un elemento genético móvil o “casette” de resistencia, el cual se inserta en el ADN cromosómico de una cepa sensible a meticilina (SASM), es decir, reside dentro de una isla genómica, un elemento genético denominado casette cromosómico estafilocócico en S. aureus, y se caracteriza por presentar muy baja afinidad por los antibióticos betalactámicos. Esta propiedad condiciona la resistencia al resto de los antibióticos betalactámicos, aun cuando se asocien con inhibidores de betalactamasas, ya que lo que se altera es el sitio diana sobre el que actúan estos fármacos, situación alarmante y de importancia médica (1,4,14,15,16).

Esto hace que la meticilina ya no sea un agente de elección en el manejo clínico, ni para evaluar la susceptibilidad de S. aureus.Tradicionalmente, la detección fenotípica de SARM se realizaba utilizando el método de difusión con disco de OX (oxacilina). A partir del 2004, el ahora Instituto de Laboratorio de Estándares Clínicos (CLSI, por sus siglas en inglés: Clinical and LaboratoryStandardsInstitute), recomienda el uso del disco de FOX (cefoxitin) en lugar del de OX debido a que este antibiótico es el mejor inductor del gen mecA, lo cual lo hace más sensible y específicopara monitorear la resistencia a OX para este tipo de mecanismo de resistencia, por lo tanto, las cepas se deben reportar como oxacilina o meticilino resistentes y no cefoxitina resistente(14,15,17).

SARM es reportado como uno de los microorganismos más frecuentemente aislado en las infecciones hospitalarias y en la Unidad de Cuidados Intensivos (UCI), cuya frecuencia ha aumentado de modo considerable en los últimos años, complicando la estadía de los pacientes en UCI por la aparición de IAAS, las cuales aumentan la morbimortalidad y los costos hospitalarios(2).

El primer reporte de SARM fue realizado en Europa, al inicio de los años sesenta cuando el mismo se aisló de diferentes hospitales por toda Europa, Australia y Asia. En Estados Unidos, por ejemplo, su prevalencia aumentó de 2,4%, en 1975, a 29%, en 1991. Este incremento se ha producido, no sólo en los grandes hospitales del tercer nivel, sino también, en las pequeñas poblaciones e incluso se han reportado SARM adquiridos en la comunidad (12,13).

A finales de los años 90 la prevalencia de infecciones por SARM en UCI en Norteamérica ascendió a un 50%, al igual que en los hospitales españoles y europeos en general (10).

En Venezuela, cabe destacar que SARM, desde principios de los años 80 aparece como patógeno de IAAS importante asociado a infecciones de piel y tejidos blandos, en Unidades de Alto Riesgo como la Neonatal y UCI(10).

Las IAAS siguen siendo un problema relevante en los hospitales a nivel mundial, y nuestro país no se escapa de esa realidad, debido al ingreso frecuente de pacientes susceptibles a las infecciones, así como la aparición de microorganismos altamente resistentes a los agentes antimicrobianos, como es el caso de SARM y al aumento en la complejidad de las intervenciones quirúrgicas realizadas. Por ello el estudio de portador nasal de SARM en el personal de salud puede colaborar con el diseño de programas de prevención y la evaluación de su impacto en nuestros hospitales.



Bibliografía

  1.   Cáceres M. Frecuencia de portadores nasales de Staphylococcus aureus resistente a meticilina en personal de salud de hospitales de Nicaragua. RevPanam Salud Pública 30(6), 2011 610-614.
  2. Dávalos K., Báez S., Bianco H., Figueredo B., Ayala C., Ortellado J., et al. Portación Nasal de Staphylococcus aureus en Personal Hospitalario en Unidades de Cuidados Intensivos Adultos. An. Fac. Cienc. Méd. (Asunción) 2008; XLI (1 y 2). Disponible en: http://scielo.iics.una.py/pdf/anales/v41n1-2/v41n1-2a07.pd
  3.  Figueroa, G.; Navarrete, P.; Caro, M.; Troncoso, M. y Faúndez, G. Portación de Staphylococcus aureusenterotoxigénicos en manipuladores de alimentos. Revista Médica de Chile, 2002;130: 859-886
  4.  Nabón, A. Staphylococcus aureus resistente a betalactámicos en infecciones detectadas en la comunidad. Salud Militar, 2006; 28(1): 26-33.
  5.   Garrity, G.; Bell, J. y Lilburn, T. 1994. Bergey’S Manual of Sistematic Bacteriology. Second Edition. Editorial Office. New York.
  6. Winn W., Allen S., Janda W., Koneman E., Procop G., Schreckenberger P., et al. Konemandiagnósticomicrobiológico. 6ª ed. Mexico. Panamericana. 2013.
  7. Bustos, J.; Hamdan, A. y Gutiérrez, M. Staphylococcus aureus: la reemergencia de un patógeno en la comunidad. Revista Biomédica, 2006;17: 287-305.
  8.  Riquelme, L. Incidencia de Staphylococcus aureus en platos fríos listos para el consumo en locales de comida rápida italiana y medidas para su control. Trabajo de pregrado. Departamento de Ciencias de los Alimentos y Tecnología Química. Universidad de Chile, Chile. 2007
  9. Carmona, O. y Silva, H. Mecanismos de resistencia a los antibióticos. Archivos Venezolanos de Farmacología y Terapéutica, 1994;13: 6-18.
  10. Alviárez E., Velazco E., Nieves B., Vivas G., Gutierrez B. Detección de portadores de Staphylococcus aureus resistente a meticilina en una unidad de alto riesgo neonatal. Revista de la facultad de farmacia. 2005; 47 (2). Disponible en:  http://www.saber.ula.ve/bitstream/123456789/23877/1/articulo4.pdf
  11. Guzmán, M. y Lozada, R. Detección de Staphylococcus aureusmeticilino-resistentes aislados de pacientes con infecciones nosocomiales y adquiridas en la comunidad. Revista de la Sociedad Venezolana de Microbiología, 2007;27(1): 349-363.
  12.  Mendoza, C.; Ballón, J.; De los Rios, J. y Velásquez, R. Staphylococcus aureusmeticilinoresitentes (MRSA): Colonización y susceptibilidad en pacientes y personal de salud de un hospital de referencia. Revista Diagnóstico, 2001;40(3): 149-156.
  13.  Changanaqui, C. Presencia de Staphylococcus aureus resistente a meticilina en granjas porcinas tecnificadas del departamento de Lima. Trabajo de pregrado. Facultad de Medicina Veterinaria. Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima, Perú. 2010.
  14.  Lorenz, R.; Méndez, E.; Ahumada, C.; Nagel, A.; Ramos, C.; Mendoza, M.; Nardín, M.; Morano, S.; Mollerach, A. Evaluación de placas de screening de cefoxitina y cefotaxima para la detección de resistencia a meticilina en Staphylococcus aureus. Revista Argentina de Microbiología, 2006;38(3): 152-154.
  15.  Castellano, M.; Perozo, A. y Vivas, R. Detección fenotípica y molecular de resistencia a meticilina en S. aureus. Revista Kasmera, 2008;36(1): 28-38.
  16.  Nodarse, R. Detección de Staphylococcus aureus resistente a meticilina mediante disco de cefoxitina. Revista Cubana de Medicina Militar. 2009;38(3-4): 30-39.
  17. M100-S24 Performance Standards for Antimicrobial Susceptibility Testing; Twenty-Fourth Informational Supplement. Clinical and Laboratory Standards Institute, 2014.



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